Dosage et prélèvement sanguin
Des efforts constants devraient être faits pour raffiner les procédures scientifiques afin de réduire le volume des échantillons de sang prélevés. Chez les petits animaux comme la souris, le volume de sang et la fréquence des prélèvements revêtent une importance particulière. Si le bien-être des animaux est menacé par le volume des échantillons requis, plus d'animaux devront être utilisés ou une technique de remplacement (par l'utilisation d'une solution saline réchauffée ou par une transfusion sanguine) devra être exécutée pour obtenir un volume de sang compensatoire. De manière générale, les points suivants devraient être pris en considération :
- pour la prise d’échantillons multiples, utiliser une aiguille à ailettes (type papillon) ou une canule percutanée fixée en place plutôt qu’effectuer des ponctions répétées avec une aiguille
- pour prélever des volumes dépassant 0,1 ml de sang, des aiguilles du plus grand calibre possible devraient être utilisées afin d’assurer un prélèvement rapide de sang sans provoquer le collapsus de la veine, tout en évitant la formation d’un hématome
- avant de faire un prélèvement, il est important de localiser la veine avec précision et de la dilater en la comprimant légèrement ou en la réchauffant (si un réchauffement corporel général est utilisé, l'animal doit être surveillé de façon constante afin de prévenir l'hyperthermie, qui se manifeste par une respiration plus rapide, un essoufflement ou une salivation excessive)
- l’usage de xylène (xylol, diméthylbenzène) comme agent de dilatation n’est pas recommandé parce qu’il provoque des irritations cutanées et qu’il est facile de l’utiliser à mauvais escient
Des efforts constants devraient également être faits pour raffiner les procédures de dosage chez l'animal (notamment la réduction du volume, l'amélioration de la préparation des formules et la réduction de la détresse due aux procédures de dosage).
Pour de plus amples renseignements sur le dosage et le prélèvement sanguin, les ressources suivantes peuvent être utiles.
Ressources offertes par le CCPA
Ressources en ligne
- Diehl K-H., Hull R., Morton D., Pfister R., Rabemampianina Y., Smith D., Vidal J-M. et van de Vorstenbosch C. (2001) A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology 21(1):15-23.
- Hem A., Smith A.J. et Solberg P. (1998) Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Laboratory Animals 32(4):364-368.
- Morton D., Jennings M., Buckwell A., Ewbank R., Godfrey C., Holgate B., Inglis I., James R., Page C., Sharman I., Verschoyle R., Westall L. et Wilson A.B. (2001) Refining procedures for the administration of substances. Report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Laboratory Animals 35(1):1-41.
- National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs) (s.d.) Blood Sampling Microsite.
- Ce site Web britannique fournit des renseignements accompagnés de photographies pour décrire les techniques de prélèvement sanguin chez les souris, les rats, les hamsters, les cobayes, les lapins, les furets, les chiens, les porcs et les ouistitis. Il contient également des renseignements sur les principes généraux du prélèvement sanguin et sur le choix de la technique la plus appropriée, ainsi que des références pour de plus amples renseignements. Cependant, le CCPA considère que certaines des méthodes décrites dans ce site (p. ex. le prélèvement au sinus rétro-orbital et la décapitation) devraient seulement être exécutées dans les cas exceptionnels, après une étude attentive et l'approbation d'un comité de protection des animaux, reposant sur des nécessités scientifiques justifiées.
- National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs) (s.d.) Procedures with Care: Administration of Substances.
- Pêches et Océans Canada (MPO) (2004) Prélèvements sanguins sur des poissons à nageoires, modèle de formation pour utilisateurs d’animaux 4. Ottawa ON: Ministère des Pêches et des Océans du Canada.
- Turner P.V., Brabb T., Pekow C. et Vasbinder M.A. (2011) Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors ot consider. JAALAS 50(5):600-613.
- van Herck H., Baumans V., Brandt C.J.W., Hesp A.P.M., Sturkenboom J.H., van Lith H.A., van Tintelen G. et Beynen A.C. (1998) Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise. Laboratory Animals 32(4):377-386.
- Zeller W., Weber H., Panoussis B., Burge T. et Bergmann R. (1998) Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals 32(4):369-376.
Autres publications
- Coleman K., Pranger L., Maier A., Lambeth S.P., Perlman J.E., Thiele E. et Schapiro S.J. (2008) Training rhesus macaques for venipuncture using positive reinforcement techniques: A comparison with chimpanzees. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science 47(1):37-41.
- Christensen S.D., Mikkelsen L.F., Fels J.J., Bodvarsdóttir T.B. et Hansen A.K. (2009) Quality of plasma sampled by different methods for multiple blood sampling in mice. Laboratory Animals 43(1):65-71.
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